Des biomolécules distinctes interagissent spécifiquement dans les processus cellulaires et conduisent à des réponses cellulaires ciblées. Ceci est souvent réalisé en dirigeant les biomolécules vers des compartiments subcellulaires. Les compartiments comme les mitochondries sont spatialement séparés par des membranes. D'autres, comme les nucléoles, n'ont aucune limite membranaire.

La façon dont se forment ces compartiments sans membrane reste l’un des plus grands mystères de la biologie. Ces dernières années, un phénomène appelé séparation de phase liquide-liquide (LLPS) a été proposé comme force motrice de l'assemblage des compartiments.

Le groupe d'Andrea Musacchio, directeur de l'Institut Max Planck de physiologie moléculaire, a maintenant développé une stratégie de validation pour évaluer le rôle du LLPS dans la formation de compartiments et pour évaluer les méthodes courantes de détection des propriétés du LLPS. L'étude est publiée dans la revue Molecular Cell .

L'application de la stratégie au processus d'assemblage des centromères au cours de la division cellulaire, qui devait être piloté par un échafaudage LLPS (le complexe passager chromosomique, ou CPC), n'a pas permis d'identifier le LLPS comme facteur crucial, confirmant le faible pouvoir prédictif de ces tests. . Cette nouvelle stratégie a le potentiel de devenir un outil important pour valider le rôle d'autres facteurs potentiels de LPLS identifiés jusqu'à présent.

Les protéines, qui remplissent la plupart des fonctions de notre corps en interagissant avec d'autres protéines, sont confrontées à un dilemme :elles se déplacent dans la cellule avec 40 millions de partenaires d'interaction potentiels.

Trouver le bon partenaire peut donc ressembler à chercher une aiguille dans une botte de foin. Néanmoins, si la probabilité qu'une protéine rencontre par hasard le bon partenaire au bon moment peut sembler faible, la cellule a trouvé une stratégie pour rassembler les protéines qui ressemble à une rencontre avec un partenaire potentiel au travail, dans un café ou dans un club :des signaux guident les protéines vers des compartiments cellulaires définis, tels que la membrane plasmique ou la mitochondrie.

Le processus de division cellulaire, par exemple, est initié par des processus de signalisation au niveau de la membrane cellulaire, qui activent des enzymes dont les signaux atteignent finalement le noyau cellulaire pour déclencher une transcription génique ciblée.

Au cours de la division cellulaire ultérieure, une multitude d'interactions protéiques spécifiques conduisent à la formation d'un complexe protéique multicouche au niveau des centromères des chromosomes, ce qui garantit une distribution sans erreur des chromosomes d'une cellule mère à ses deux filles.

La nature a développé une certaine chimie pour les protéines en interaction :les protéines destinées les unes aux autres sont équipées d'interfaces évolutives conservées et exposées avec des identités chimiques détaillées dans leur structure 3D qui sont complémentaires les unes des autres. Ces motifs se retrouvent dans toutes les espèces et permettent des interactions protéiques hautement spécifiques.

Un changement de paradigme ?

Au tournant du siècle dernier, les premiers compartiments cellulaires non délimités par des frontières physiques ont été observés. Nous savons maintenant que les nucléoles, les corps P ou les granules de stress concentrent les macromolécules, principalement les protéines et l'ARN, et remplissent des fonctions importantes dans la cellule.

La découverte de ces compartiments sans membrane a ouvert un nouveau champ de recherche rempli de questions sans réponse, dont la plus difficile est de savoir comment ces compartiments se forment et comment ils maintiennent leur structure.

Ces dernières années, l'idée selon laquelle ces compartiments se forment par un processus appelé démixtion liquide-liquide ou séparation de phase liquide-liquide, comparable à la formation spontanée de gouttelettes d'huile dans l'eau, a pris un essor considérable.

Selon cette vision, les compartiments sans membrane sont des « condensats » dont la formation est basée sur des interactions transitoires, faibles et non spécifiques de protéines « conductrices », provoquant finalement leur accumulation là-bas à une concentration plus élevée que dans le milieu environnant.

Des tests étudiant les propriétés de séparation de phase des protéines en dehors de la cellule ont identifié à ce jour des dizaines de ces facteurs, y compris le complexe passager chromosomique (CPC), qui formerait des condensats au niveau du centromère pour moduler son organisation et sa fonction pendant la mitose.

In vitro n'est pas in vivo :on ne peut pas négliger le cytosol

"Pour de nombreux scientifiques, la séparation de phases est devenue l'explication par défaut de la formation de compartiments sans membrane. Cependant, il existe peu de preuves que les tests LLPS effectués in vitro puissent réellement prédire un processus physiologique dans l'environnement cellulaire", explique Musacchio.

Avec son équipe, il a développé une stratégie pour évaluer un test LLPS largement utilisé et son pouvoir prédictif, et l'a appliqué au CPC.

"À notre avis, une faiblesse majeure de ces tests est qu'ils ne modélisent pas le solvant avec suffisamment de précision. Le solvant définit la solubilité d'une protéine et donc sa capacité à interagir avec d'autres protéines."

Afin d'imiter le plus fidèlement possible l'environnement naturel de la cellule, le scientifique a ajouté des lysats dilués de cellules bactériennes ou de mammifères aux tampons LLPS standards. Même à des concentrations très diluées, les lysats empêchent complètement la formation de condensats. Pour évaluer à quel point cela était général, les scientifiques ont répété la même expérience avec plusieurs protéines supplémentaires, qui ont toutes montré les propriétés LLPS dans le test standard. Et en effet, dans tous les cas, l'ajout de lysats cellulaires a dissous les « condensats ».

"Ces résultats confirment notre hypothèse selon laquelle l'environnement cellulaire tamponne efficacement les interactions faibles non spécifiques censées provoquer le LLPS in vitro", explique Musacchio.

Faible pouvoir prédictif

Les interactions et les fonctions des protéines dans la cellule sont fortement régulées par des modifications dites post-traductionnelles. L’ajout ou la suppression ciblée de groupes phosphate à des endroits critiques, par exemple, peut perturber l’interaction entre deux protéines avec effet immédiat. Ces modifications naturelles peuvent être imitées en laboratoire par des mutations et constituent la méthode de choix lorsqu'il s'agit d'étudier de nombreux processus cellulaires.

En introduisant des mutations au niveau de quatre résidus impliqués dans la reconnaissance des signaux phosphorylés, le scientifique a généré un mutant du CPC qui ne peut pas être recruté dans les centromères et ne s'y accumule pas. Néanmoins, ce mutant a toujours montré tout le potentiel LLPS dans le test in vitro, montrant que le test est incapable de prédire la localisation et la fonction du CPC.

"Nos résultats montrent que le LLPS d'un seul composant in vitro ne peut pas prédire la solubilité et la localisation dans l'environnement complexe et encombré de la cellule. La liste des échafaudages LLPS putatifs identifiés grâce aux tests établis nécessitera un réexamen approfondi, et la stratégie de validation que nous que nous présentons ici peuvent guider cet effort", déclare Musacchio.

"À l'avenir, nous prévoyons de répéter nos expériences avec de nombreux échafaudages LLPS putatifs, en particulier ceux qui sont devenus des fleurons dans la croissance du domaine LLPS. Nos expériences montrent que le cytosol est un solvant puissant dont le rôle ne peut être négligé. Par conséquent, il Il sera important de générer des milieux cytomimétiques appropriés comme normes pour évaluer les réactions biochimiques in vitro. Nous essaierons de contribuer à ce domaine de recherche."